细胞实验介绍——慢病毒建立稳转细胞系

慢病毒包装：公司使用3质粒慢病毒包装系统，慢病毒系统使用pLKO.1-EGFP、psPAX2、pMD2.G，单细胞测序，过表达慢病毒系统使用pL、psPAX2、pMD2.G三质粒系统，嘉兴细胞，将质粒混匀后使用磷酸钙转染方法转染至HEK293T细胞中，培养48h后，收集上清。使用genecopo公司慢病毒颗粒纯化试剂盒将慢病毒纯化。纯化后留取部分检测病毒滴度，其余病毒冻存于-80℃冰箱中。

滴度检测：将病毒颗粒使用梯度稀释，分别293T细胞，72h后，在荧光显微镜下观察细胞荧光表达情况。根据细胞荧光量计算病毒滴度。

细胞：在病毒前一天对细胞进行计数，接种约10000个细胞于12孔板中，培养过夜后使用无培养基稀释病毒，加入12孔板中对细胞进行，病毒数量根据推荐细胞的MOI加入（若无推荐MOI，需做病毒梯度：1，细胞培养，5，10，50，100 5个梯度对细胞），6h后去除含病毒溶液，加入完全培养基细胞培养，培养48h后，在荧光显微镜下观察细胞荧光强度。同时加入puromycin对细胞筛选，筛选约2周时间。细胞筛选好后，使用定量PCR和Western blot检测目的基因的稳定表达情况。

实验流程：慢病毒质粒构建-HEK293T细胞培养-质粒转染293T细胞-病毒收集-病毒纯化-病毒滴度检测-细胞-稳转细胞筛选-稳转细胞鉴定

结果示例：

                                               图 A 病毒滴度检测；B 目的细胞病毒效果图

二、脂质体转染操作步骤

1、操作步骤 [方法一]：

(1) 细胞培养：取 6 孔培养板 (或用 35 mm 培养皿)，向每孔中加入 2 mL 含 1～2×105 个细胞培养液，37℃ CO2 培养至 40%～60% 汇合时 (汇合过分，转染后不利筛选细胞)。

(2) 转染液制备：在聚苯乙稀管中制备以下两液 (为转染每一个孔细胞所用的量)A 液：用不含培养基稀释 1-10 μg DNA，终量 100μL，B 液：用不含培养基稀释 2-50 μgLR，终量 100μL，轻轻混合 A、B 液，室温中置 10-15 分钟，稍后会出现微浊现象，但并不妨碍转染 (如出现沉淀可能因 LR 或 DNA 浓度过高所致，应酌情减量)。

(3) 转染准备：用 2 mL 不含培养液漂洗两次，再加入 1 mL 不含培养液。

(4) 转染：把 A/B 复合物缓缓加入培养液中，摇匀，37℃ 温箱置 6～24 小时，吸除无转染液，换入正常培养液继续培养。

(5) 其余处理如观察、筛选、检测等与其它转染法相同。

注意：转染时切勿加，细胞分化，对转染效率有很大影响。

大鼠主动脉内皮细胞的分离培养

方法：分离大鼠主动脉，直接贴壁于培养皿中，荧光倒置显微镜观察细胞形态，免yi组化Ⅷ因子相关抗原染色鉴定细胞.结果:约24小时组织块边缘有游离的 新生细胞长出，7天即融合成片.消化传代后细胞呈短梭形或三角形，单层生长，铺路石状，Ⅷ因子表达阳性，呈指数增殖.冻存后复苏细胞活性均超过90%.结 论:用贴壁法成功建立了大鼠血管内皮细胞体外培养方法，冻存细胞存活率高，为体外研究提供了稳定的模型.

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